如果遇到酶切不动或切不*，该怎么办？要回答这个问题常常需要了解酶活性单位是如何确定，我们经常遇到这样的问题：1个单位的酶能在60分钟内切1ug的DNA，为什么我们的DNA那么少切那么长时间也不能切开或切*? 今天晶抗解析酶切不动或切不*有哪些原因?
1、酶是否有活性：
   酶的活性单位通常是在60分钟酶切1ug λDNA或特定线状DNA所需要的酶量。鉴定酶的活性高低不是用您待切的DNA模板，也不是别的公司的酶来判定。因为不同公司酶可能是从不同系统中纯化的，虽然识别位点相同，但是酶的特性可能是有差异的。鉴定酶必须使用说明书上认定的酶活确定的方式，通常需要用λDNA做模板来判定。如果酶同时对甲基化敏感，还需要用Dcm-, Dam-的DNA。不排除由于运输或分装不当导致酶活性下降，这种情况是很少发生。
2、模板性质是否清楚：
   如果DNA的类型变了，所需要的酶量也不同。酶切效果与DNA的性质(线状，超螺旋状)、位点数目、位点左右的序列、甲基化程度、纯度等有很大的关系。对超螺旋状DNA*酶切所需要的酶量要比线状的高好几倍，同时需要提高酶的用量(10U/ug)和延长反应时间等措施。还有一个问题是有些时候DNA是从别人那里得到的，背景不清楚也造成困惑。
3、模板纯度是否够：
   模板制备方式也会影响DNA的质量，若在制备过程中使用到yi醇，氯fang，苯酚，SDS，EDTA等，如果这些物质残留在zui终的DNA模板中，那么都会不同程度影响酶的活性。Miniprep时如果用试剂盒抽提，需要考虑的污染问题是变性剂和yi醇；如果是手工制备的，氯fang，yi醇，苯酚及细胞内其他杂质都会不同程度的干扰酶活性。
4、甲基化程度对酶的活性是否有影响：
   细菌中主要有Dcm和Dam两种甲基化方式，在植物和动物细胞中主要是CG位被甲基化。仔细看看使用的 酶对甲基化的敏感情况，或许能找到酶切效率低或根本不能酶切的根源。
5、反应条件是否合适：
   对照说明书，检查使用的温度是否正确，是否需要添加BSA, 是否使用正确的缓冲溶液。由于缓冲液中基本都含有DTT，反复冻融会使模板使DTT降解。注意有些研究人员将buffer长时间放在4度或室温，这是很不规范的行为。
6、酶稀释和添加方式是否正确：
   一般要求在zui后加酶，但是同时做多个相同反应的时候，zui后加酶有可能不是很方便。通常是将缓冲、酶和适量的水配制成一个混合物，然后分装，zui后加模板。需要提醒的是混合物(Master Mix)中由于没有底物的存在，离子强度也不对，酶可能会受到损伤。这种提前混合的做法没有问题，只是动作要快一些，没有分装前的Mix，要求放在冰里，尽快使用。